Chapitre B12. Métabolisme et transferts de matière

Introduction

Nous avons vu dans le chapitre précédent (B11) que les êtres vivants disposaient de diverses sources d’énergie, récupérées par diverses modalités de façon à synthétiser de l’ATP, et ce, chez les trois organites ou organismes que sont le chloroplaste, la mitochondrie et Nitrobacter. Un certain nombre de questions restent cependant sans réponse pour l’instant :

A quoi servent les NADPH (= pouvoir réducteur) synthétisés par la CTE du chloroplaste, et par la chaîne respiratoire inverse de Nitrobacter ? et d’où viennent les NADP+ utilisés comme accepteur final dans ces deux chaînes ?

D’où viennent les NADH et FADH2 utilisés comme donneur d’électrons dans la chaîne respiratoire de la mitochondrie ? et à quoi servent les NAD+ et FAD produits ?

Plus généralement, on a évoqué le fait que les organismes/organites évoqués avaient un métabolisme fondamentalement différents :

Le chloroplaste et Nitrobacter sont autotrophes, c’est-à-dire qu’ils synthétisent leur matière organique à partir de matière minérale.

La mitochondrie est hétérotrophe, c’est-à-dire qu’elle produit son énergie par la dégradation de molécules organiques.

Quelles sont les modalités de ces deux grands types de métabolisme ? En d’autres termes :

Comment une plante et une bactérie nitratante utilisent-elles le CO2 de leur environnement pour fabriquer leur matière organique ?

Comment la mitochondrie (et plus généralement les cellules hétérotrophes) dégrade-t-elle la matière organique de façon à en retirer de l’énergie ?

Ce sont les deux questions principales auxquelles on va apporter une réponse dans ce chapitre.

Fondements métaboliques de l'autotrophie

Dans tout ce I., la majeure partie des concepts et mécanismes existent autant chez Nitrobacter que chez le chloroplaste. En revanche, les plantes étant un sujet d’étude bien plus ancien que les bactéries nitrifiantes, la plupart des expériences développées ont été réalisées chez les plantes. Il reste cependant extrêmement important de garder en tête que les plantes ne sont pas intrinsèquement plus importantes ou plus intéressantes que Nitrobacter, et cette bactérie doit être aussi bien connue que les plantes dans le cadre de ce chapitre. Quelques spécificités des plantes seront abordées, et cela sera précisé le cas échéant.

On rappelle que l’autotrophie désigne la capacité pour un organisme, une cellule ou un organite, à synthétiser de la matière organique à partir de matière minérale. Comme on le verra dans ce chapitre, la notion d’autotrophie est cependant liée à l’élément chimique considéré. Les molécules organiques sont bien entendu constituées de carbone et d’hydrogène, et souvent d’oxygène. Cependant, elles peuvent aussi être constituées d’azote (bases azotées, acides aminés…). Si l’approvisionnement des organismes en carbone est essentiel, la question de leur approvisionnement en azote l’est tout autant.

On va donc préciser la définition d’autotrophie :

L’autotrophie pour le carbone est la capacité à synthétiser des molécules organiques à partir d’une source minérale de carbone. Le carbone minéral est constitué par le CO2 exclusivement (et ses formes acido-basiques).

L’autotrophie pour l’azote est la capacité à synthétiser des molécules organiques azotées à partir de molécules organiques non azotées et d’azote minéral. L’azote minéral est constitué par diverses molécules azotées : N2, NO3–, NO2–, NH4+… on verra que la principale forme d’azote minéral chez les organismes/organites au programme est l’ion NO3–.

On a montré dans le chapitre B11 que le réaction de synthèse de glucose à partir de CO2 constituait une réduction. Qu’en est-il pour l’azote ? La fonction azotée principale des molécules organiques est la fonction amine, et ses dérivés (amide notamment). Elle correspond à une molécule d’ammoniaque NH3 (ou NH4+) fixée sur un squelette organique. Exercice d’application : montrez que la synthèse de NH3 (ou NH4+) à partir de NO3– est une réduction. Il suffit pour cela d’écrire la demi-équation du couple NO3–/NH4+ :

NO3– + 10 H+ + 8 e– = NH4+ + 3 H2O

C’est donc bien une réduction. La production de matière organique, azotée ou non, s’accompagne donc de réductions. Qu’en-est il de son bilan énergétique ?

Depuis le paléolithique, et encore aujourd’hui, la combustion du bois est la principale source de chauffage de l’humanité. En quoi consiste la combustion du bois ? Le bois est principalement composé de lignine et de cellulose, deux polymères composés de carbone, hydrogène et oxygène. La combustion est une oxydation de ces molécules grâce au dioxygène de l’air, qui est très proche du bilan de la respiration cellulaire, c’est-à-dire de l’inverse de la photosynthèse. Si la combustion (oxydation) de la matière organique du bois libère de l’énergie, sa synthèse, par photosynthèse notamment, en consomme. On verra que c’est le cas également pour la réduction des nitrates NO3– en ammoniaque NH4+.

On retiendra de ce début de chapitre que :

L’autotrophie pour le carbone est caractérisée par des réductions et elle nécessite de l’énergie.

L’autotrophie pour l’azote est caractérisée par des réductions et elle nécessite de l’énergie.

Ces deux métabolismes nécessitent donc un pouvoir réducteur et de l’énergie.

Dans la suite de ce chapitre, on verra que le chloroplaste et Nitrobacter sont tous deux à la fois autotrophes pour le carbone et autotrophes pour l’azote, et que l’énergie et le pouvoir réducteur provenant des CTE (NADPH et ATP) sont utilisés pour ces deux types de métabolisme. La question des autotrophies pour les autres éléments chimiques n’est pas au programme, et c’est une problématique bien moins importante. On en dira quelques mots en conclusion.

L’autotrophie au carbone et à l’azote est caractérisée par des réductions endergoniques, et nécessitent donc un pouvoir réducteur (NADPH) et de l’énergie (ATP).

Le cycle de Calvin et l'autotrophie pour le carbone – photo- et chimiosynthèse

Le cycle de Calvin utilise des coenzymes réduits et l'ATP pour produire des trioses

Document 1: montage expérimental de Calvin. Source : université Paris VI. Au milieu des années 1950, on sait que les plantes ont pour seule source de matière carbonée le CO2. On sait également que leur source d’énergie est la lumière. En revanche, on ne sait pas par quels processus le CO2 est fixé par la plante, c’est-à-dire transformé en matière organique. A cette époque cependant, les isotopes radioactifs commencent à être utilisés comme traceurs. Le biochimiste américain Melvin Calvin a l’idée de suivre le carbone dans la cellule végétale en fournissant à la plante du dioxyde de carbone dont le carbone est radioactif (14C) . Cette technique, aujourd’hui classique, pour ne pas dire obsolète, était toute nouvelle à l’époque. La plante utilisée est une algue verte unicellulaire (chlorelle).

Une suspension de chlorelle est cultivée dans un récipient transparent et éclairé. La suspension est alimentée en CO2 et en O2 (les chlorelles ont aussi des mitochondries) et agitée afin d’homogénéiser la suspension. Un tube en verre quitte le récipient, et se prolonge par un serpentin, dans lequel on peut injecter, à différents niveaux, de l’eau enrichie en 14CO2. Le serpentin se termine par un bain d’éthanol bouillant, qui tue instantanément les cellules. Une pompe électrique aspire la suspension depuis le récipient principal avec un débit constant et connu. L’intérêt de ce dispositif est que, pour une position d’injection de 14CO2 donnée, on sait le temps pendant lequel les chlorelles ont été en contact avec le carbone radioactif : plus l’injection est haute, plus le temps de contact est grand. L’analyse des molécules radioactives présentes dans l’éthanol bouillant, s’il y en a, permettra de savoir quelles sont les premières molécules qui ont incorporé le CO2.

Document 2: le principe de la chromatographie bidimensionnelle L’analyse du résultat se fait par une chromatographie bidimensionnelle (document 2), une technique qui ne doit pas être mémorisée en tant que telle, mais qui doit être comprise de façon à pouvoir analyser le résultat de l’expérience de Calvin.

On cherche à séparer un mélange de nombreuses molécules (plusieurs dizaines de molécules différentes).

On dépose une goutte du mélange dans un coin d’un papier filtre ou d’un gel de dimension à peu près carrée.

On effectue une première chromatographie sur couche mince classique : diverses molécules sont alors séparées en fonction de leur affinité pour l’éluant, mais deux molécules peuvent toujours être superposées si elles ont migré à la même distance.

On tourne alors le gel de 90°, et on refait migrer dans une autre direction, et avec un autre éluant, aux propriétés différentes de celles du premier. Les molécules initialement superposées sont alors séparées par le second éluant, ce qui permet une meilleure séparation et donc une meilleure analyse des constituants du mélange.

Document 3: Document 3 : Le résultat de l’expérience de Calvin. Les temps correspondent à la durée pendant laquelle les chlorelles ont été en contact avec le 14CO2. Les acronymes correspondent aux noms anglophones des molécules. On donne ici le nom français de quelques unes de ces molécules (et la forme carboxylate quand il s’agit d’acides). PGA : phosphoglycérate ; sugar phosphate/diphosphate : oses phosphate/ diphosphate ; PEPA : phosphoénolpyruvate ; Sucrose : saccharose ; UDPG : UDP-glucose. Calvin analyse les molécules qui se trouvent dans le récipient contenant l’éthanol bouillant par chromatographiebidimensionnelle, suivie par une autoradiographie : de cette façon, il ne détecte que les molécules radioactives, c’est-à-dire celles qui ont intégré le 14C.

A 30 s de contact avec le 14CO2, on note des dizaines de molécules présentes. Donc en seulement 30 s, la cellule a synthétisé des dizaines de molécules organiques. Pour savoir si le CO2 permet de produire une ou plusieurs molécules, il faut réduire le temps d’exposition du 14CO2.

A 5 s, on a déjà beaucoup moins de molécules, mais déjà des oses phosphatés.

A 2 s, on n’observe qu’une seule molécule : le 3-phosphoglycérate, ou acide 3-phosphoglycérique, souvent noté 3PG ou APG, qui est un acide à 3 carbones.

Ce résultat expérimental est très riche, pour au moins trois raisons :

Document 4: formule du 3-phosphoglycérate. Source : Wikimedia Commons. Il montre que le CO2 est fixé par une seule réaction chimique, qui permet la production de 3-phosphoglycérate (il était possible d’envisager, avant cette expérience, que le CO2 soit fixé par plusieurs réactions indépendantes). Ce 3-phosphoglycérate est donc la première molécule organique à partir de laquelle la plante synthétise toutes les autres.

Biochimiquement, le fait que la première molécule synthétisée ait trois carbones, et soit phosphorylée est pour le moins étonnant : on peut difficilement envisager que trois molécules de CO2 et un phosphate interagissent ensemble au niveau du site actif de l’enzyme responsable de cette synthèse… très tôt, on postule donc que la production de 3PG se fait par carboxylation d’une molécule phosphatée préexistante, qui est restituée par la suite. Cette idée a été développée ultérieurement, comme on va le voir.

Biologiquement, en revanche, le fait que cette molécule soit du 3PG est très intéressante. Qu’est-ce au juste que le 3PG ? le document 4 en donne la formule topologique. Le carbone n° 1 porte un groupe carboxyle, et le n° 2 et n° 3 un groupe hydroxyle (qui est phosphorylé au niveau du carbone 3). Donc, le 3PG est presque un glucide (triose) : s’il avait un carbonyle à la place d’un carboxyle au niveau du carbone n°1, ce serait une triose-phosphate (le glycéraldéhyde-3-phosphate, déjà vu dans le chapitre B10). Or, carbonyle et carboxyle ne diffèrent que par un état d’oxydation, l’acide carboxylique étant plus oxydé. Il est donc très simple d’envisager une réaction de réduction du type 3PG → triose phosphate pour former des glucides. On en reparlera.

Calvin a par la suite cherché à répondre à trois questions :

Y a-t-il une carboxylation (c’est-à-dire fixation d’un CO2) sur une molécule organique préexistante (X + CO2 → 3PG) ou une utilisation de 3 CO2 directement (3 CO2 → 3PG) ?

Quel est le devenir du 3PG ? quelles sont les étapes pour arriver à une molécule de glucose ?

Document 5: formule du ribulose-bis-phosphate (RuBP). Source : Wikimedia Commons. A quel moment la lumière intervient-elle dans la formation de ces molécules ?

Parmi les molécules rapidement synthétisées (en moins de 5 s, document 3), on a vu qu’il y avait notamment des oses phosphate. On note la présence de ribulose-bis-phosphate (RuBP). Le ribulose est un ose à 5 carbones (pentose), comme le ribose, mais qui possède son carbonyle sur le 2e carbone et non sur le 1er. C’est donc un cétose, contrairement au ribose. On a cherché montrer les liens qui pouvaient exister entre ce RuBP et le 3PG.

Document 6: après les avoir alimentées pendant 2 min avec du CO2, on prive des chlorelles de CO2. On constate une diminution de 3-phosphoglycérate (3PG) et une accumulation de ribulose-bisphosphate (RuBP). D'après Biochimie, Voet et Voet 2003. Calvin cultive des chlorelles dans de l’eau éclairée, avec apport de CO2, tout en mesurant régulièrement la quantité de RuBP et de 3PG par des prélèvements analogues à ceux qui ont été fait dans le document 1. La concentration en RuBP et de 3PG est constante. A à t = 2 min, l’alimentation en CO2 est complètement coupée. La photosynthèse s’arrête donc a priori. On constate cependant pendant quelques dizaines de secondes :

Une forte hausse de la concentration en RuBP.

Une forte baisse de la concentration en 3PG.

(On ne commentera pas la baisse de la concentration en RuBP après 3 min, dont on a pu montrer qu’elle n’était pas en lien avec la photosynthèse.)

On interprète ce résultat par le modèle suivant :

Il existe un équilibre dynamique : en présence de CO2, le RuBP et le 3PG sont chacun produits et consommés en quantités identiques.

Ce bilan peut s’écrire ainsi :

On y vérifie que :

Avec CO2, le 3PG et le RuBP sont autant consommés que produits, ce qui explique leur concentration constante entre 0 et 2 min

Sans CO2 :

le 3PG ne peut plus être produit, mais est toujours consommé : cela explique la diminution de sa concentration après 2 min ;

Document 7: Des chlorelles sont cultivées en présence de 14CO2. Après les avoir éclairées pendant 500 s, on les prive de lumière. On constate une accumulation de 3-phosphoglycérate (3PG) et une diminution de ribulose-bisphosphate (RuBP). le RuBP ne peut plus être consommé, mais est toujours produit : cela explique l’augmentation de sa concentration après 2 min.

On rappelle qu’un modèle est une représentation mentale permettant d’expliquer (= de mettre en cohérence) des faits. C’est le cas ici.

Calvin réitère l’expérience présentée dans le document 6. Cette fois, après une culture dans des conditions normales, il coupe la lumière (document 7). On observe le résultat inverse : c’est le 3PG (appelé APG dans le document 7) qui s’accumule, et le RuBP dont la concentration s’effondre.

De façon symétrique à l’analyse du document 7, on peut construire le modèle :

Il existe un équilibre dynamique : en présence de lumière, le RuBP et le 3PG sont chacun produits et consommés en quantités identiques.

Ce bilan peut s’écrire ainsi :

On y vérifie que :

Avec lumière, le 3PG et le RuBP sont autant consommés que produits, ce qui explique leur concentration constante avant 500 s.

Sans lumière :

le RuBP ne peut plus être produit, mais est toujours consommé : cela explique la diminution de sa concentration après 500 s.

le 3PG ne peut plus être consommé, mais est toujours produit : cela explique l’augmentation de sa concentration après 500 s.

Ces deux réaction (CO2-dépendante et lumière-dépendante) peuvent être écrire sous la forme d’un cycle, qui s’écrirait comme ci-dessous. A gauche, on a ajouté en lieu et place de la lumière, le NADPH et l’ATP, produits par la chaîne (ch. B11), ce qui a le mérite de rendre cette 2e version compatible avec ce qui se produit chez Nitrobacter, qui n’utilise pas la lumière.

Document 8: Deux représentations très schématiques du cycle de Calvin.

On notera que ce cycle est un modèle qui met en cohérence les deux expériences précédentes : il s’agit d’une explication parcimonieuse des faits, mais ce n’est pas forcément la réalité tant qu’on n’a pas fait des investigations supplémentaires.

Document 8: Le cycle de Calvin

Le cycle de Calvin est un peu plus complexe en réalité. Il a lieu intégralement dans le stroma du chloroplaste (chez les plantes) ou dans le cytoplasme (chez Nitrobacter). On va voir quelles sont les différentes étapes, et leur intérêt. Il est essentiel d’en retenir la stoechiométrie, qui a un sens biologique, mais permet également de mieux retenir les différentes étapes. On conseille durant tout ce chapitre de considérer une stoechiométrie relative à la production d’un triose (le glycéraldéhyde), c’est-à-dire un sucre à 3 carbones.

Comme tout cycle, on pourrait le faire commencer n’importe où. On a coutume de le faire débuter au niveau de l’entrée de carbone via le CO2. Il est formé de trois phases :

Phase de carboxylation

Phase de réduction

Phase de régénération de RuBP

La phase de carboxylation consiste en la réaction 3 RuBP + 3 CO2 → 6 × 3PG. Il s’agit d’une carboxylation en ce qu’elle consiste en la fixation d’un CO2 sur une molécule organique. Cette réaction est catalysée par une enzyme, la RuBisCO, qu’on verra un peu plus loin.

La phase de réduction consiste en la réduction du 3-phosphoglycérate (acide carboxylique) en glycéraldéhyde-3-℗ (aldéhyde). Cette réduction nécessite bien entendu un réducteur, mais elle est également endergonique :

Le réducteur est le NADPH, formé par la chaîne de transport d’électrons.

L’énergie nécessaire est apportée par l’ATP, formé par la chaîne de transport d’électrons.

Cette réduction se fait en deux étapes :

Activation du 3PG par phosphorylation sur son 1er carbone, formant le 1,3-bisphosphoglycérate (1,3-BPG). Le 1,3-BPG est dit activé, car il dispose d’un potentiel énergétique important, cédé par l’ATP.

L’énergie du 1,3-BPG est utilisée dans la réaction de réduction en glycéraldéhyde-3-℗.

Bilan : 6 × 3PG + 6 ATP + 6 NADPH → 6 × G3P + 6 ADP + 6 NADP+

A l’issue de la phase de réduction, 6 molécules de G3P sont produites. L’une d’elle est utilisée par la cellule de façon à synthétiser du glucose. Elle quitte le cycle. Restent donc cinq G3P, qui seront utilisé dans la dernière phase pour régénérer du RuBP. Le G3P et le RuBP sont des oses, et ont une formule brute identique à un coefficient stoechiométrique près (C(H2O)n), et aux phosphates près. La conversion G3P → RuBP est donc extrêmement simple : il suffit de compter les carbones et les phosphates pour établir un bilan. Avec 5 × G3P (5 × 3 = 15 carbones), on peut synthétiser 3 × RuBP (3 × 5 = 15 carbones). C’est l’ATP qui apporte les phosphates manquants. La réaction G3P → RuBP se fait en deux étapes, dont la 2e nécessite de l’ATP :

5 G3P → 3 Ru5P + 2 Pi

3 Ru5P + 3 ATP → 3 RuBP + 3 ADP

On peut établir un bilan de ce cycle :

3 CO2 donc 3 carbones entrent dans le cycle.

1 G3P sort du cycle.

6 NADPH sont consommés (donc 12 électrons). On se rappelle que la synthèse de glucose consiste en la réduction de 6 CO2 par 24 électrons provenant de NADPH. Deux tours du cycle de Calvin permettent donc une production de glucose.

9 ATP sont consommés.

Chez le chloroplaste, le G3P formé peut avoir deux devenirs :

Il peut être transformé en glucose-6-℗ (réactions proches de la glycolyse inverse, ou néoglucogenèse), lui même converti en glucose-1-℗, puis polymérisé sous forme d’amidon.

Il peut être exporté dans le cytosol, via un antiport Pi/triose-℗ ; une fois dans le cytosol, la cellule peut l’utiliser comme source de glucose (glucogenèse) ou le dégrader pour produire du pyruvate (et tout ce qui s’ensuit, voir II.).

Chez Nitrobacter, la production d’ATP est assurée essentiellement par la chaîne de transport d’électrons. Le G3P est presque exclusivement utilisé pour la synthèse de glucose, ou de pyruvate (et tout ce qui s’ensuit, voir II.).

Le G3P est donc à l’origine de la quasi-totalité des molécules organiques de l’organisme.

On propose ici deux versions simplifiées du cycle de Calvin. Ces schémas sont à connaître au même titre que celui du document 8, et chacun des trois peuvent être utilisés à des fins différentes, selon le sujet proposé en colle ou en devoir.

Document 9: Le cycle de Calvin simplifié. On a représenté les carbones du CO2 en rouge, ainsi que les molécules qui sortent du cycle, et contiennent des carbones. Ce schéma insiste sur les bilans de carbone et de glucides, ainsi que sur l’énergie et le pouvoir réducteur. Document 10: Le cycle de Calvin très simplifié. Il insiste sur la nature des molécules consommées et produites, y compris énergie et pouvoir réducteur, sans s’appesantir sur la stoechiométrie ni sur les intermédiaires.

A ce stade, on peut déjà faire un premier bilan de la photosynthèse et la chimiosynthèse.

La photosynthèse désigne la synthèse de matière organique à partir de matière minérale (autotrophie), grâce à l’énergie de la lumière (phototrophie) et les électrons provenant d’une source minérale (lithotrophie). Elle est réalisée, chez les plantes, intégralement dans le chloroplaste, en deux phase :

Une phase photochimique, dépendante de la lumière, au niveau de la membrane des thylakoïdes, qui permet la production de NADPH (à partir des électrons de l’eau) et d’ATP via une chaîne de transport d’électrons (voir ch. B12).

Une phase de synthèse de matière organique (ou phase non photochimique), indépendante de la lumière, au niveau du stroma du chloroplaste, qui utilise le NADPH et l’ATP de la phase photochimique pour réduire le CO2 en glucides (cycle de Calvin).

La chimiosynthèse désigne la synthèse de matière organique à partir de matière minérale (autotrophie), grâce à l’énergie de réactions chimiques (chimiotrophie) et les électrons provenant d’une source minérale (lithotrophie). Elle est réalisée, chez Nitrobacter, en deux étapes :

Une chaîne de transport d’électrons, au niveau de la membrane plasmique, qui permet la production de NADPH (à partir des électrons du nitrite) et d’ATP.

Une phase de synthèse de matière organique, au niveau du cytoplasme, qui utilise le NADPH et l’ATP de la chaîne de transport d’électrons pour réduire le CO2 en glucides (cycle de Calvin).

Ces bilans sont représentés ici sous forme de quatre schémas-bilans (une version complexe et une version simplifiée), qui intègrent des points qui ont été vus dans le ch. B11.

Document 11a: Bilan de la photosynthèse chez le chloroplaste.

Document 11b: Bilan de la photosynthèse chez le chloroplaste, version simplifiée. Document 12: Bilan de la chimiosynthèse chez Nitrobacter.

Document 12b: Bilan de la chimiosynthèse chez Nitrobacter, version simplifiée

Le cycle de Calvin consiste en la carboxylation de RuBP en 3PG, qui est réduit grâce au pouvoir réducteur (NADPH) et à l’énergie (ATP) produits par la chaîne de transport d’électrons. Le RuBP est restitué, et 1 de G3P est formé pour 3 CO2 consommés. Le G3P est le premier glucide formé et est à l’origine de toutes les molécules organiques de la cellule. La photosynthèse et la chimiosynthèse sont deux types trophiques autotrophes pour le carbone qui utilisent le cycle de Calvin pour leur synthèse de matière organique. L’énergie de la photosynthèse vient de la lumière et l’énergie de la chimiosynthèse vient de réactions chimiques, ces deux formes d’énergie étant récupérées par des chaînes de transport d’électrons.

La RuBisCo permet la fixation du carbone

Comme on l’a vu, l’étape de carboxylation du cycle de Calvin consiste en l’addition d’un CO2 sur une molécule de RuBP. Cette réaction est catalysée par une enzyme : la Ribulose-Bisphophate Carboxylase Oxygénase, le plus souvent désignée par son acronyme RuBisCO.

C’est une enzyme michaélienne, bien qu’elle soit multimérique. Elle est composée de deux fois 8 sous-unités : 8 sous unités S (small), 8 sous unités L (large), et 8 sites actifs. De façon tout à fait intéressante, chez les Eucaryotes de la lignée verte, la sous-unité S est synthétisée par le génome nucléaire, suite à un transfert de gène depuis le chloroplaste vers le noyau, et la sous-unité L est synthétisée par le génome du chloroplaste. La sous-unité S fait partie des protéines chloroplastiques à codage nucléaire, qui sont importées par le système TIC-TOC après leur traduction (cf. ch. B6 et B8).

Pourquoi s’attarder sur cette enzyme, alors que beaucoup d’autres enzymes, qu’on n’évoquera pourtant pas, sont impliquées dans le cycle de Calvin ? Chez les plantes, l’étape de carboxylation est tout à fait singulière pour la raison simple que la concentration en CO2 dans les tissus de la plante est très faible. On rappelle que la concentration en CO2 de l’air est de seulement 0,04 %. Dans les tissus de la plante, qui peuvent être distants des stomates de plusieurs millimètres, la concentration y est encore plus faible. Catalyser une carboxylation dans de telles condition de concentration en CO2 relève donc du défi.

De plus, on peut montrer que la RuBisCO peut également catalyser la réaction suivante, nommée photorespiration* :

RuBP + O2 → 3PG + phosphoglycolate

Le glycolate est un acide carboxylique à 2 carbones, qui ne participe pas à la photosynthèse. Cette réaction, qui est une oxygénation, explique que la RuBisCO soit appelée Carboxylase Oxygénase : elle catalyse une carboxylation ET une oxygénation. Le dioxygène étant très abondant dans les tissus de la plante (21 % dans l’atmosphère), la photorespiration diminue grandement l’efficacité de la RuBisCO.

Comment expliquer la photorespiration, et comment expliquer que la RuBisCO parvienne tout de même à catalyser la carboxylation du RuBP ? Le fait que la RuBisCO puisse catalyser l’oxygénation du RuBP n’est pas très étonnant : l’O2 et le CO2 ont des caractéristiques stériques relativement proches, si bien qu’ils peuvent tous deux se fixer au niveau des sites actifs de la RuBisCO.

*Photorespiration est le terme consacré, car cette réaction comporte une consommation d’O2, comme la respiration cellulaire, et ne se produit qu’en présence de lumière (chez les végétaux), car la RuBisCO est inactive à l’obscurité. Cette réaction n’a cependant rien à voir avec la respiration.

On peut montrer que dans des conditions normales, environ 20 % (seulement) des molécules de RuBP subissent la photorespiration. Pour l’expliquer, on va s’intéresser aux caractéristiques cinétiques de la RuBisCO (document 13).

Le CO2 et l’O2 étant deux substrats de deux réactions différentes, on doit pouvoir envisager que l’enzyme ait un KM et un vmax différents pour chacun de ces deux substrats. Les valeurs de vmax données correspondent à la concentration en RuBisCO mesurée dans le stroma du chloroplaste.

Pour le CO2 : vmax est faible (3 µmol.s-1), mais KM est extrêmement bas (10 μM). Or, ce KM correspond à la concentration moyenne en CO2 dans le stroma. A cette concentration, la RuBisCO est à la moitié de sa vitesse maximale. Donc, malgré une concentration très basse en CO2, la très grande affinité de la RuBisCO pour le CO2 lui permet de catalyser efficacement la carboxylation du RuBP.

Pour l’O2 : vmax est très faible aussi (2,2 µmol.s-1), mais le KM est beaucoup plus grand (environ deux fois plus élevé que la concentration en O2). Dans ces conditions, malgré la concentration en O2 25 fois plus élevée que celle du CO2, l’affinité beaucoup plus faible de l’enzyme pour l’O2 fait que la photorespiration ne représente qu’une partie mineure de l’activité de la RuBisCO.

Document 13: Conditions de concentrations en gaz et caractéristiques cinétiques de la RuBisCO

Document 14: Le recyclage du 3PG à partir du phosphoglycolate produit par l’activité oxygénase de la RuBisCO. Les molécules de phosphoglycolate produites par la photorespiration sont transformées par une voie métabolique complexe, impliquant le chloroplaste, la mitochondrie et le peroxysome, qui permet de restituer un 3-phosphoglycérate, au prix d’une dépense énergétique très importante (notamment sous forme d’ATP et de pouvoir réducteur). Cette voie métabolique est donnée ici pour information dans le document 14, et ne doit être être mémorisée. Au total, on estime que 20 à 25 % de l’énergie convertie par le chloroplaste est perdue par la photorespiration et ses conséquences, ce qui est considérable.

La RuBisCO, même lorsque la concentration en CO2 est relativement élevée, est une enzyme très peu active : son kcat (on rappelle que vmax = [ET] kcat) est très bas. La maximisation de la vitesse du cycle de Calvin se traduit souvent par une maximisation de la concentration de cette enzyme dans le chloroplaste (Eucaryotes) ou le cytosol (Nitrobacter) :

Chez Nitrobacter, mais également chez les cyanobactéries, dont dérivent les chloroplastes des plantes, la RuBisCO est concentrée en un complexe, qui regroupe également d’autres protéines, appelé carboxysome.

Chez certaines algues vertes, donc l’ulve, (laitue de mer), la RuBisCO est concentrée dans une partie du chloroplaste appelée pyrénoïde.

Bien que la RuBisCO des plantes terrestres ne soit pas concentrée dans une zone particulière du stroma du chloroplaste, elle reste très abondante (autour de 1 g.L-1 chez les Angiospermes, ce qui est considérable), à tel point que la RuBisCO est la protéine la plus abondante dans le règle végétal, et par là même, la protéine la plus abondante sur Terre.

Document 15: carboxysomes, indiqués par une flèche, chez une cyanobactérie du genre Synechococcus (MET ; barre d’échelle : 200 nm). D’après Wikimedia Commons paroi cytosol membrane plasmique pyrénoïde noyau nucléole thylakoïde enveloppe du chloroplaste Document 16: une algue verte unicellulaire du genre Chlamydomonas observée au MET. D’après Wikmedia Commons

Enfin, juste pour la beauté du geste, deux vues de la RuBisCO fixée à son substrat : chacune des 8 sous-unités L est représentée en une couleur différente, et chacune des 8 sous-unités S également. Les sous-unités L sont représentées en mode ruban, et les sous-unités S en mode sphères et bâtons. Les 8 substrats sont en boules noires.

Document 17: deux représentations de la RuBisCO fixée au RuBP (en noir). C’est quand même beau, non ? Données : https://www.rcsb.org/ ; traitement : https://libmol.org/

La RuBisCO est une enzyme michaélienne multimérique très abondante catalysant la carboxylation du RuBP, mais son activité oxygénase diminue l’efficacité du cycle de Calvin chez les organismes photosynthétiques.

Les plantes en C4 optimisent la photosynthèse

Document 18: Production d'O2 (valeurs arbitraires) chez une betterave et un maïs en fonction de la concentration en CO2, exprimée en pourcentage. La valeur normale de [CO2] atmosphérique est indiquée par une ligne verticale. D'après Université Paris VI Comparons l’efficacité photosynthétique de deux plantes cultivées : la betterave (Beta vulgaris, fam. des Amaranthacées), et le maïs (Zea mais, fam. des Poacées). On mesure le dégagement d’O2 ; le dégagement est d’autant plus positif que la photosynthèse est efficace, et un dégagement négatif correspond à une consommation d’O2.

Pour une [CO2] < 0,01 %, la betterave a une efficacité photosynthétique négative (elle consomme de l’O2, et ne produit pas de matière organique). L’efficacité croît jusqu’à un plateau, atteint pour une concentration en CO2 qui est égale à 2 fois celle de l’air (donc, une condition rarement réalisée dans la nature).

Le maïs a une efficacité photosynthétique toujours positive, même si la [CO2] est très basse. L’efficacité augmente jusqu’à un plateau, atteint pour une concentration inférieure de moitié à la [CO2] atmosphérique.

Comment interpréter ces résultats ?

Pour la betterave, pour une [CO2] très basse, c’est la photorespiration qui prend le dessus. A cause de la photorespiration, l’efficacité photosynthétique maximale est atteinte pour une [CO2] très élevée, rarement atteinte.

Pour le maïs, il doit exister un mécanisme de limitation, voire d’abolition totale de la photorespiration, qui seul peut expliquer une efficacité toujours strictement positive.

Or, la RuBisCO de la betterave et du maïs n’ont pas une réactivité fondamentalement différente. On va voir que la réponse est à rechercher dans la morphologie de ces deux types de plantes.

Document 19: morphologie d’une plante en C3 (le blé, Triticum, en haut) comparée à une plante en C4 (la canne à sucre, Saccharum, en bas), toutes deux de la famille des Poacées. Noter la couche unique de cellules de la gaine chez le blé, et la double couche chez la canne à sucre.

On peut montrer que la betterave et le maïs sont deux représentants de plantes ayant un type de métabolisme légèrement différents : le métabolisme en C3 pour la betterave, et en C4 pour le maïs (termes que l’on justifiera ultérieurement).

Autour des faisceaux conducteurs (phloème et xylème), les plantes en C3 possèdent, chez certaines espèces, une couche de cellules photosynthétiques, appelée gaine, et chez d’autres espèces, le faisceau conducteur est en contact direct avec le parenchyme photosynthétique (parenchyme lacuneux ou palissadique, aussi appelé mésophylle).

Chez les plantes en C4, on trouve systématiquement deux couches de cellules autour du faisceau conducteur : la gaine périvasculaire, et une couche de cellules parenchymateuses classiques (mésophylle).

NB : la différence entre les deux phénotypes est très difficile à mettre en évidence sur une comparaison microscopique simple.

Cette organisation est représentée schématiquement sur le document 20. On a analysé au microscope électronique des structures subcellulaires de cellules de la gaine et du mésophylle de plantes en C4 (document 21). Dans cette image, on observe deux chloroplastes appartenant à deux cellules différents (mésophylle en haut, gaine en bas).

Les chloroplastes des cellules du mésophylle ont une morphologie qui paraît habituelle : certains thylakoïde sont organisés en grana (pluriel latin de granum), qui sont des empilements de thylakoïdes.

Les chloroplastes des cellules de la gaine, en revanche, sont quasiment tous agranaire (non organisés en grana).

De plus, les sont reliées par de nombreux plasmodesmes (voir ch. B3), ce qui suggèrent qu’elles échangent beaucoup.

Document 20: différence de morphologie entre les plantes en C3 et les plantes en C4. D'après Biologie végétale, Raven 2003. Document 21: Chloroplastes de cellules du mésophylle (haut) et de la gaine périvasculaire (bas) chez une plante en C4, le maïs. D'après Biologie végétale, Raven, 2007.

Quelle est la différence, outre morphologique, entre un thylakoïde granaire et agranaire ? Les thylakoïdes comportent de nombreuses protéines, impliquées dans la chaîne de transport d’électrons (ch. B11). On peut montrer que les grana sont beaucoup plus riches en photosystèmes II, et les thylakoïdes agranaires en photosystèmes I. L’absence quasi totale de grana dans les cellules de la gaine leur empêcherait dont d’effectuer la chaîne de transport d’électrons. Comment cela est-il possible ?

Document 22: le diagramme en Z adapté au cas de la photophosphorylation cyclique. Notez que le potentiel rédox du couple Fdox/Fdred est plus bas que celui du couple PQ/PQH2 (donc plus haut sur le diagramme) ce qui rend la réaction spontanée.

Reprenons la chaîne de transport d’électrons du chloroplaste. Dans certains cas, la ferrédoxine peut transmettre ses électrons (provenant du PSI) non pas au NADPr, mais à la plastoquinone, qui les transmet ensuite au cytochrome b6/f, puis à la plastcocyanine, puis à nouveau au PSI (voir diagramme en Z et chaîne de transport d’électrons). Dans ce cas, le trajet des électrons est cyclique : ils reviennent au point de départ.

Comme l’accepteur et le donneur d’électrons sont la même molécule (une molécule de chlorophylle a du centre réactionnel du PSI), le bilan rédox est nul : aucune molécule n’est réduite ni oxydée. Il n’y a donc pas de production d’O2, mais pas non plus de production de pouvoir réducteur. En revanche, les translocations de H+ grâce à la plastoquinone et au cyt b6/f sont toujours possibles, et l’ATP synthase permet la production d’ATP grâce à ce gradient de H+.

Faisons un bilan intermédiaire :

Les cellules de la gaine périvasculaire réalisent la photophosphorylation cyclique.

Ces cellules produisent l’énergie nécessaire pour le cycle de Calvin, grâce à l’ATP produit par la chaîne de transport d’électrons.

Elles ne produisent pas d’O2 : la faible [O2] ne risque donc pas de provoquer la photorespiration.

En revanche, elles ne produisent pas de pouvoir réducteur (NADPH), pourtant nécessaire au cycle de Calvin.

Document 23: la chaîne de transport d’électrons adaptée au cas de la photophosphorylation cyclique. On va voir que les échanges avec les cellules du mésophylle permettent de résoudre ce problème.

Les réactions métaboliques et échanges entre les cellules de la gaine périvasculaire et les cellules du mésophylle sont synthétisées dans le document 24, que l’on va commenter. Les différentes étapes sont numérotées sur le schéma, de façon à en faciliter la compréhension.

Document 24: bilan du métabolisme des pantes en C4. Source : université Paris VI. Dans les chloroplastes des cellules du mésophylle, une molécule de pyruvate est phosphorylée en phosphoénolpyruvate (PEP), une molécule déjà rencontrée dans le ch. B11. L’ATP utilisé provient de la chaîne de transport d’électrons.

Le PEP est carboxylé (par la PEP-carboxylase) en oxaloacétate, un acide à 4 carbones. Bien que le taux d’O2 soit élevé et le taux de CO2 faible, il n’y a pas de compétition entre O2 et CO2 dans ce cas, car la PEP carboxylase utilise la forme ionique du CO2, qui est l’ion HCO3–. Cette carboxylation est donc très efficace.

L’oxaloacétate est réduit en malate, grâce au pouvoir réducteur produit par la chaîne de transport d’électrons.

A l’issue de ces trois premières étapes, on a produit du malate, qui est une molécule à 4 carbones (un de plus que le pyruvate), et réduite.

Le malate rejoint la cellule de la gaine passivement, par diffusion simple, à travers les plasmodesmes.

Une fois dans le chloroplaste de la gaine périvasculaire, le malate est décarboxylé et oxydé par le NADP+, ce qui permet de libérer du CO2 et du pouvoir réducteur.

Le pyruvate rejoint la cellule du mésophylle passivement, par diffusion simple, à travers les plasmodesmes.

Dans la cellule de la gaine périvasculaire, le cycle de Calvin peut avoir lieu :

Grâce au CO2 apporté par la décarboxylation du malate.

Grâce à l’ATP produit par la photophosphorylation cyclique.

Grâce au pouvoir réducteur produit par l’oxydation du malate.

Dans les cellules de la gaine périvasculaire, l’absence d’une chaîne de transport d’électrons totale (seulement la photophosphorylation cyclique) fait que la [O2] est très faible*, et la RuBisCO peut donc catalyser la carboxylation du RuBP avec une très grande efficacité.

Ce métabolisme explique la plus grande efficacité du métabolisme C4 pour des petites concentrations en CO2, pour lesquelles les plantes en C3 subissent la compétition O2/CO2 au niveau du site actif de la RuBisCO.

Les métabolisme en C3 et C4 : pourquoi ces noms ? le métabolisme en C3 est le métabolise ancestral, qui est basé sur une unique carboxylation dans le cycle de Calvin, qui donne du 3-phosphoglycérate, un acide à 3 carbones (C3). Chez les plantes en C4, il existe une carboxylation supplémentaire, via la PEP-carboxylase, qui est à l’origine d’une phase à 4 carbone (C4), représentée par l’oxaloacétate et le malate.

*De plus, toutes les cellules des plantes possèdent des mitochondries, qui, on le verra consomment de l’O2, et provoquent donc une baisse tout à fait remarquable de la concentration en O2 dans les cellules de la gaine périvasculaire.

Si les métabolismes en C4 sont si efficaces, pourquoi toute les plantes n’en disposent-elles pas ? Les métabolismes en C4 ne concerne que 3 % des plantes terrestres, ce qui est peu, mais toutes vivent en climat chaud. Serait-ce une adaptation à ce type de climat ?

Tout d’abord, on peut montrer que le ratio entre l’activité oxygénase et l’activité carboxylase de la RuBisCO croît avec la température. En d’autres termes, plus la température est élevée, plus la photorespiration est importante. La photorespiration exerce donc une pression de sélection plus élevée en milieu chaud qu’en milieu froid ou tempéré.

De plus, le métabolisme C4 permet à la plante d’avoir une efficacité importante même à très faible [CO2] ; une plante en C4 de milieu aride peut donc plus fermer ses stomates qu’une plante C3 (on rappelle que ce sont les stomates qui permettent l’entrée de CO2 et la sortie d’O2), ce qui permet de protéger la plante du dessèchement. On peut montrer que pour une production de matière organique identique, une plante C3 perd trois plus d’eau qu’une plante C4 de taille comparable. Le métabolisme C4 est donc une excellente adaptation à l’aridité.

Enfin, le métabolisme C4 est énergivore, de par les transformation complexes qui ont été vues dans le document 24 (notamment, la moitié des cellules ne réalisent pas la photosynthèse, et la production de PEP consomme de l’ATP). La vie en climat tropical permet un apport d’énergie lumineuse importante, qui fait de l’énergie une ressource non limitante.

Le métabolisme C4 est apparu plusieurs dizaines de fois indépendamment au cours de l’évolution, et c’est un excellent exemple de convergence évolutive*. Ce métabolisme n’a d’intérêt que dans les cas où le taux de CO2 est extrêmement bas, ce qui est le cas actuellement (à l’échelle des temps géologiques). La photosynthèse, et notamment la RuBisCO, est apparue à une époque où le taux de CO2 de l’atmosphère était de plusieurs dizaines de pourcent, et où la photorespiration n’existait pas. L’augmentation du taux de CO2 (+ 30 % depuis le début du XXe siècle) rend les plantes en C3 un peu plus compétitives, et il est possible que ces variations, encore en cours, du taux de CO2 aient un impact sur la fitness** des métabolismes C3 ou C4.

*Pour cette raison, il existe de nombreuses variantes des métabolismes C4. Celui présenté dans le document 24 existe notamment chez le maïs.

**La fitness, ou valeur sélective, décrit le succès reproducteur que confère un caractère ou un allèle donné. Cette notion sera développée en 2e année.

Le métabolisme ancestral des plantes est de type C3. Le métabolisme en C4 implique une carboxylation par HCO3– et une réduction dans le mésophylle, qui produit une molécule réduite et transportant du carbone. Elle est transférée via des plasmodesmes à la gaine périvasculaire, riche en ATP en raison de la photophosphorylation cyclique. Là, son oxydation et sa décarboxylation libèrent du NADPH et du CO2, permettant à la RuBisCO de réaliser un cycle de Calvin très efficace dans un milieu dépourvu d’O2 et riche en CO2. Le métabolisme en C4 est une adaptation remarquablement efficace aux climats chauds et secs.

Document 24: schéma simplifié du métabolisme CAM. D’après université d’Angers. Pour information (hors programme) : il existe des plantes chez lesquelles les deux phases (fixation du carbone et production de pouvoir réducteur) sont séparées temporellement : c’est le métabolisme CAM, pour crassulacean acid metabolism (métabolisme acide crassulacéen). On l’observe chez plusieurs milliers d’espèces de plantes, notamment chez les cactus (Cactacées) et les Crassulacées (« plantes grasses, » ou succulentes, comme le sédum ou le nombril de Vénus). Chez ces plantes, qui vivent dans des environnements arides, les stomates sont ouverts la nuit, et une PEP-carboxylase produit de l’oxaloacétate, converti en malate, et stocké en grandes quantités dans la vacuole (l’énergie et les électrons proviennent alors du catabolisme oxydatif, voir II.). Le jour, les stomates sont fermés, ce qui évite le dessèchement, et le malate est décarboxylé, libérant ainsi son CO2. Comme pour le métabolisme en C4, c’est une adaptation à la sécheresse.

L'autotrophie pour l'azote

Absorption et réduction des nitrates

Après avoir développé les mécanismes de l’autotrophie pour le carbone, nous allons aborder la problématique de l’autotrophie pour l’azote (dont les exigences dans le programme sont beaucoup plus limitées que pour le carbone !). Comme on l’a vu, la principale source d’azote de la majeure partie des autotrophes pour l’azote est une forme oxydée (NO3– ou NO2–). Nous allons voir dans cette partie par quels mécanismes les plantes et les bactéries nitrifiantes (Nitrobacter) absorbent l’azote, le réduisent, et l’intègrent à la matière organique.

Avant toute chose, voici un petit exercice qui permettra se replacer dans leur contexte redox les diverses formes d’azote utilisées par les êtres vivants. Placez sur une échelle, du plus oxydé au plus réduit, les formes suivantes de l’azote : N2, NO2–, NO3–, NH4+, N2O, NO, NO2. Aide : on prendra comme référence l’azote moléculaire (N2) qui par définition est à son état d’oxydation 0.

Correction : si on prend comme référence l’azote à son état d’oxydation 0 (N2), il suffit d’écrire des couples ox/N2 ou N2/red, et d’écrire les demi-équations afin de voir combien d’électrons sont mis en jeu pour l’oxydation ox → N2 ou pour la réduction N2 → red.

Pour NO2– : 2 NO2– + 8 H+ + 6 e– = N2 + 4 H2O

Pour NO3– : 2 NO3– + 12 H+ + 10 e– = N2 + 6 H2O

Pour NH4+ : N2 + 8 H+ + 6 e– = 2 NH4+

Pour N2O : N2O + 2 H+ + 2 e– = N2 + H2O

Pour NO2 : 2 NO2 + 8 H+ + 8 e– = N2 + 4 H2O

Pour NO : 2 NO + 4 H+ + 4 e– = N2 + 2 H2O

On peut donc construire l’échelle suivante :

Chez Nitrobacter, la membrane plasmique comporte un transporteur à nitrates, appartenant à la famille NRT (pour Nitrate Regulated Transporter : transporteur régulé par le nitrate). On pense qu’il s’agit d’un transporteur actif secondaire à K+ et/ou Na+. Chez les plantes, la membrane plasmique comporte également un transporteur actif secondaire de la famille NRT. On sait qu’il s’agit d’un symport nitrate/H+. Les détails de l’absorption des ions minéraux, et notamment les nitrates, seront vus en 2e année.

Chez Nitrobacter, l’ensemble des réactions de réduction des nitrates et de fixation de l’azote se font dans le cytosol. Chez les plantes, selon l’espèce, le moment (jour ou nuit, période de l’année), la réduction des nitrates et la fixation de l’azote ont lieu soit dans les cellules des racines, soit dans les cellules photosynthétiques des feuilles (auquel cas, le nitrate est transporté par la sève brute des racines aux tiges). On va développer ici ce qui se passe dans les feuilles, et on dira quelques mots des voies racinaires, qui sont très proches.

Chez Nitrobacter comme chez les plantes, la première étape est la réduction cytosolique des nitrates en nitrites, par la nitrate réductase (NAR). Elle utilise les électrons du NADH ou du NADPH, qui proviennent de la chaîne de transport d’électrons chez Nitrobacter, et diverses voies métaboliques chez les plantes (glycolyse, voie des pentoses phosphates…). La deuxième étape est la réduction des nitrites en ammoniaque. Chez Nitrobacter, elle a lieu dans le cytosol, grâce au pouvoir réducteur de la chaîne de transport d’électrons, et elle est catalysée par la nitrite réductase (NIR). Chez les plantes, les nitrites entrent dans le chloroplaste via un transporteur ; sa réduction elle a lieu dans le stroma du chloroplaste, grâce aux électrons de la ferrédoxine (acteur de la chaîne de transport d’électrons, voir ch. B11). L’accepteur final des électrons de la chaîne photosynthétique peut donc être le nitrite, et non le NADP+. Lorsque la réduction des nitrites en nitrates a lieu dans les racines, c’est le NADH qui est le réducteur utilisé.

Une fois l’azote absorbé transformé en ammoniaque, il va pouvoir être utilisé par la cellule pour aminer des molécules non aminées.

L’azote est absorbé essentiellement sous forme de nitrates (NO3–), puis il est réduit en nitrites (NO2–), puis en ammoniaque (NH4+), grâce aux électrons provenant, directement ou non, des chaînes de transport d’électrons.

GS-GOGAT et l'amination des molécules organiques

La formation de molécules organiques azotées se fait par l’action de deux enzymes, qui ont déjà été vues dans le chapitre B1 : la glutamine synthétase (GS) et la glutamate-oxoglutarate-aminotransférase (GOGAT).

La glutamine synthétase est une ligase, qui catalyse la réaction :

glutamate + NH3 + ATP → glutamine + ADP + Pi

On rappelle que le glutamate est un acide aminé acide, dont le radical comporte un groupement carboxyle -COOH. Cette réaction consiste en la formation d’un groupement amide à partir d’un carboxyle et d’un ammoniaque. Elle est représentée ci-dessous ; on y voit l’azote de l’ammoniaque qui devient celui de l’amide.

Document 25: l’amination du glutamate en glutamine par la glutamine synthétase.

On notera que la réaction catalysée par la glutamine synthétase nécessite de l’énergie (ATP). Comme pour le cycle ce Calvin, cet ATP est apporté par les chaînes de transport d’électrons, qui fournissent l’énergie nécessaire à l’autotrophie pour le carbone comme à l’autotrophie pour l’azote.

La glutamate-oxoglutarate-aminotransférase (GOGAT) catalyse la réaction :

glutamine + α-cétoglutarate + red → 2 glutamate + ox

où ox et red désignent, un oxydant et un réducteur.

Document 26: la synthèse de glutamate par GOGAT à partir d’α-cétoglutarate et de glutamine. NB : on n’a pas représenté le bilan redox sur ce schéma. Chez Nitrobacter, il s’agit du couple NADP+/NADPH. Le NADPH consommé provient de la chaîne de transport d’électrons.

Chez les chloroplastes des plantes, il s’agit de la ferrédoxine (couple Fdox/Fdred). La Fdred consommée provient de la chaîne de transport d’électrons.

Si on suit le devenir de l’azote dans cette réaction, comme on l’a fait pour la réaction précédente, on constate qu’il s’agit d’une transamination, c’est-à-dire un transfert d’amine d’une molécule (la glutamine) à l’autre (l’α-cétoglutarate). Dans la réaction suivante, on n’a pas indiqué le bilan rédox pour ne pas surcharger.

D’où vient le nom de GOGAT ? On aurait très bien pu nommer cette enzyme glutamine α-cétoglutarate aminotransférase (GACGAT ou GAGAT), mais ce n’est pas le cas. Le fait est qu’un nom alternatif de l’α-cétoglutarate est l’oxoglutarate, du préfixe oxo- qui désigne en nomenclature chimique le groupement carbonyle (au même titre que le préfixe céto- ou les suffixes -al pour aldéhyde, et -one pour cétone).

Etablissons un bilan de ces deux réactions :

GS produit une glutamine, mais elle est détruite par GOGAT.

GOGAT produit deux glutamates, mais l’un d’eux est détruit par GS.

Il en résulte donc le bilan :

α-cétoglutarate + NH3 + ATP + red → glutamate + ADP + Pi + ox

Le couple GS-GOGAT permet donc la synthèse d’une molécule de glutamate, un acide aminé, à partir d’une forme d’azote minéral, l’ammoniaque, et d’une molécule organique non azotée, l’α-cétoglutarate. Il s’agit donc bien d’une voie métabolique autotrophe pour l’azote. Il s’agit même de la seule voie d’entrée de l’azote minéral dans la biosphère : son importance écologique est donc phénoménale, puisqu’elle est à l’origine de toutes les molécules organiques azotées des êtres vivants.

Comment la cellule synthétise-t-elle les autres molécules azotées ?

Document 27: la synthèse d’alanine par transamination à partir du pyruvate (molécule carbonée non azotée) et du glutamate (donneur d’amine). La majeure partie des molécules azotées chez les êtres vivants sont des molécules aminées, ou dérivées d’amines. Cette question revient donc à celle de la synthèse d’amines nouvelles à partir d’amines préexistantes. Comme on l’a vu dans le chapitre B1, les transaminations sont des réactions de transfert d’un groupement amine entre une molécule aminée et une molécule non aminés. Les transaminations les plus importantes quantitativement, et qui sont explicitement au programme, concernent les acides α-aminé et les α-cétoacides.

On rappelle qu’un acide α-aminé est un acide carboxylique portant une amine sur son carbone α.

On rappelle qu’un α-cétoacide est un acide carboxylique portant un carbonyle sur son carbone α.

De nombreuses transaminations sont possible. Le programme demande d’en connaître une en particulier : la production d’alanine (acide α-aminé) à partir de pyruvate (α-cétoacide). Cette réaction est une des très nombreuses transaminations pouvant s’effectuer à partir du glutamate (le 1er acide aminé formé par les autotrophes). Les diverses transaminations, et les réactions ultérieures, sont à l’origine de l’ensemble des molécules azotées (y compris les bases azotées).

NB : les transaminations ne sont pas caractéristiques des autotrophes pour le carbone ; tous les êtres vivants en sont capables, y compris les animaux. Chez les mammifères, la transaminiation glutamate-alanine est catalysée par l’alanine aminotransférase, présente dans le foie. cf. doc 37.

Pour information (hors programme) : on donne (mage suivante) une liste de quelques molécules azotées (acides aminés, bases azotés, mais aussi autres petites molécules organiques) et leur origine chez les organismes vivants. Leur azote a, à un moment ou un autre, été fixé par GS-GOGAT chez un être vivant autotrophe pour l’azote.

Le métabolisme des molécules azotées s’accompagne couramment de désaminations, c’est-à-dire d’une libération d’azote minéral. La capacité des autotrophes à synthétiser des molécules organiques azotées à partir d’azote minéral fait que cet azote minéral libéré par désamination est une ressource utilisable. On constate que les autotrophes pour l’azote n’ont pas d’excrétion azotée, et qu’ils réutilisent systématiquement l’azote minéral libéré.

En revanche, les hétérotrophes, comme les animaux par exemple, n’ont aucune utilité de l’azote minéral libéré par les désaminations métaboliques, et ils rejettent systématiquement de l’azote, sous des formes variables (urée chez les mammifères, acide ornithurique chez les oiseaux et les crocodiles, ammoniaque chez les crustacés…).

On a vu que, chez la vache, les microorganismes de la panse (autotrophes pour l’azote) permettaient de récupérer une partie de l’azote perdu par la vache (qui est hétérotrophe pour l’azote) et d’en synthétiser des molécules organiques azotées, ultérieurement utilisable par la vache après digestion des microorganismes.

On propose ici quatre bilans de l’autotrophie pour l’azote, chez Nitrobacter et chez les plantes, avec une version complète et une version simplifiée.

Document 25a: schéma bilan des voies métaboliques de l’autotrophie pour l’azote chez Nitrobacter.

Document 25b: schéma bilan des voies métaboliques de l’autotrophie pour l’azote chez Nitrobacter, version simplifiée

Document 26a: schéma bilan des voies métaboliques de l’autotrophie pour l’azote chez les plantes terrestres.

Document 26b: schéma bilan des voies métaboliques de l’autotrophie pour l’azote chez les plantes terrestres, version simplifiée

L’ammoniaque NH4+ est utilisé pour aminer l’α-cétoglutarate en glutamate, via deux enzymes (GS et GOGAT), en utilisant de l’énergie (ATP) et du pouvoir réducteur (Fdred ou NADPH) provenant des chaînes de transport d’électrons. Le glutamate est la première molécule azotée produite par les autotrophes, et il est à l’origine de toute la matière organique azotée des êtres vivants.

Il existe en réalité plusieurs autotrophies pour l’azote. Si le carbone minéral n’est représenté que par le CO2, l’azote minéral comprend de nombreuses molécules dont plusieurs peuvent être utilisées par les êtres vivants. On l’a vu, les autotrophes pour l’azote comme Nitrobacter et les plantes utilisent les nitrates, et éventuellement les nitrites ou l’ammoniaque directement comme source d’azote. Pourtant, ces formes sont relativement rares dans l’environnement. Les nitrates, qui sont la forme ionique la plus abondante, ont en général une concentration de l’ordre de à 1 mg.L–1, soit environ 1,6.10–5 mol.L–1, ce qui correspond à une fraction molaire de 0,00003 % (100 fois moins que le CO2). Et pourtant, l’air est particulièrement riche en azote : il contient 78 % de N2 ! Cette ressource phénoménale et quasiment inépuisable est-elle exploitée par les êtres vivants ?

Il existe des êtres vivants – tous des Eubactéries – qui sont capables de réduire le diazote en ammoniaque, grâce à une enzyme appelée nitrogénase. S’ensuivent les réactions que nous avons vues dans ce chapitre (formation de glutamate grâce à GS-GOGAT). Cette capacité les rend aptes à utiliser la ressource extrêmement abondante que constitue le diazote de l’air, et ces organismes sont donc totalement à l’abri d’une pénurie en azote, donc en protéines. Le revers de la médaille est cependant la dépense énergétique énorme que représente la réduction du diazote, essentiellement pour des questions de stabilité de la molécule de N2 et d’énergie d’activation de la réaction, malgré la catalyse par la nitrogénase.

Parmi les organismes capables de réduire le N2 atmosphérique, on notera les cyanobactéries, ces Eubactéries apparentées aux chloroplastes, et qui vivent dans la plupart des milieux aquatiques et terrestres. Les chloroplaste ont perdu cette capacité héritée de leurs ancêtres cyanobactériens, ou bien elle s’est développée chez les cyanobactéries après la mise en place de la symbiose qui a donné les chloroplastes. Quoi qu’il en soit, les cyanobactéries sont une importante porte d’entrée d’azote dans la biosphère.

Les bactéries du genre Rhizobium (et apparentées) possèdent également la nitrogénase et sont capables de fixer l’azote. Cependant, elles n’expriment la nitrogénase que dans un contexte symbiotique : elles forment des nodosités racinaires, sortes de boules remplies de bactéries, dans les racines des plantes de la famille des Fabacées (pois, lentilles, haricots…). La plante, qui est autotrophe pour le carbone, produit des glucides qu’elle fournit aux bactéries. Les bactéries sont à la fois protégées dans les tissus de la plante, et nourries par les glucides produits par la photosynthèse, et disposent donc d’une énergie importante, leur permettant de réduire le diazote de l’air. Une partie de l’ammoniaque formé est donné à la plante, qui possède donc une ressource quasiment illimitée en azote, si bien que certaines Fabacées (le pois chiche et le soja, par exemple) contiennent un taux de protéine supérieur aux aliments d’origine animale, comme la viande ou le poisson.

Les Fabacées sont des plantes très abondantes et très diversifiées, qui ont conquis tous les milieux, si bien que cette symbiose Fabacées/Rhizobium est la première source d’entrée d’azote dans la biosphère.

Leur richesse en azote a été mise à profit par l’humain :

Tous les régimes alimentaires traditionnels humains sont basés sur une Poacée (céréale) comme source de glucides et une Fabacée comme source de protéines.

La pratique de la jachère, courante avant les engrais industriels, permettait, en laissant un champ non cultivé pendant un an, sa colonisation par des Fabacées naturelles (trèfle, luzerne, lotier, mélilot, astragale…), qui, à leur mort, provoquaient une restitution au sol de l’azote qu’elles avaient stocké pendant un an.

Encore aujourd’hui, la majeure partie des fourrages utilisés pour nourrir les animaux d’élevage sont particulièrement riches en fabacées.

La notion de symbiose, et la place de la symbiose Fabacées/Rhizobium dans la biosphère sera vue plus en détail dans le cours et les TP de 2e année.

La 2e année sera aussi l’occasion de replacer les métabolismes en lien avec l’azote (comme source d’énergie chez Nitrobacter, comme atome à l’origine des molécules organiques azotées chez les plantes et Nitrobacter) dans la biosphère, avec la notion de cycle de l’azote.

Fondements métaboliques de l'hétérotrophie

Les êtres vivants hétérotrophes sont des êtres vivants dont la source de matière est organique, contrairement aux autotrophes, chez lesquels la source de matière organique est minérale (le CO2). On va voir dans ce chapitre que les animaux sont des organismes hétérotrophes, et que la matière organique de leur environnement (nutriments) :

peut être utilisée pour libérer de l’énergie, essentiellement par des réactions d’oxydation (catabolisme oxydatif) ;

peut être utilisée pour produire d’autres molécules organiques (anabolisme).

Comme pour l’autotrophie, le concept d’hétérotrophie se décline à l’ensemble des éléments chimiques importants pour les êtres vivants :

Les hétérotrophes pour le carbone utilisent de la matière organique comme source de carbone.

Les hétérotrophes pour l’azote utilisent de la matière organique comme source d’azote.

Les plus courants des hétérotrophes, et de façon notoire, ceux qui seront traités dans ce chapitre, sont tous hétérotrophes pour l’azote et pour le carbone, ce qui facilitera l’apprentissage.

La glycolyse : oxydation de glucose en pyruvate et conversions énergétiques

La glycolyse est une voie métabolique que l’on rencontre chez la grande majorité des êtres vivants (Eucaryotes, Eubactéries et Archées). Elle a lieu dans le cytosol. Elle consiste en une oxydation du glucose en pyruvate. Elle consiste en 10 réactions, chacune catalysée par une enzyme. On va voir ici chacune de ces réaction en la commentant.

Afin de faciliter la compréhension et l’apprentissage de la glycolyse, on gardera à l’esprit que :

La glycolyse est une voie métabolique clé du catabolisme oxydatif, c’est-à-dire de la dégradation associée à une oxydation de matière organique. Dans cette mesure, on cherchera à identifier clairement les réactions correspondant à des oxydations.

La glycolyse est une voie métabolique permettant à la cellule hétérotrophe de produire de l’ATP. Dans cette mesure, on cherchera à identifier clairement les réactions correspondant à des transferts de phosphates.

glycolyse réaction 1 La glycolyse consomme de l'ATP dans une phase d'investissement

La glycolyse peut être artificiellement découpée en deux grandes phases : une phase dite d’investissement, et une phase dite de restitution. Bien que cela puisse paraître contre-intuitif, la phase d’investissement consomme de l’ATP, alors que la glycolyse en produit.

glycolyse réaction 2 La première réaction de la glycolyse est une phosphorylation du glucose par l’ATP. Elle implique l’hexokinase, qui a déjà été vue dans le TD d’enzymo. Cette réaction permet d’activer le glucose, c’est-à-dire qu’elle lui fournit une énergie chimique importante, le rendant plus réactif. Il doit être noté que cette réaction est irréversible, ce qui est une autre façon de dire qu’elle est très spontanée. Son enthalpie libre de réaction est très négative.

La 2e réaction est une isomérisation du glucose-6-℗ en fructose-6-℗ ; on rappelle que le glucose et le fructose ont la même formule brute C6H12O6.

glycolyse réaction 3 La 3e réaction est une phosphorylation du fructose-6-℗ en fructose-1,6-Bis℗, qui consomme également un ATP. Elle a le même rôle que la 1ère étape : elle permet de rendre la molécule plus réactive. Cette réaction est également irréversible. Elle est catalysée par la phosphofructokinase 1 (PFK1), dont on reparlera.

glycolyse réaction 4 Les trois premières réactions sont regroupées dans la phase d’investissement énergétique, puisque de l’énergie est consommée par la cellule (sous forme d’ATP) ; on verra que cette énergie sera restituée secondairement.

La 4e réaction est une cassure de la liaison C-C entre le 3e et le 4e carbone du fructose-1,6-Bis℗, qui donne donc deux molécules à 3 carbones, et qui sont également des oses : le dihydroxyacétone-℗ et le glycéraldéhyde-3-℗, deux molécules qui ont déjà été vues à plusieurs reprises.

Cette réaction constitue une aldolisation inverse. Le terme aldolisation (qui est explicitement au programme de SVT) doit être connu. Il s’agit d’une réaction entre deux molécules comportant un aldéhyde pour l’une et un alcool pour l’autre (d’où ald- et -ol de aldolisation), et qui conduit à la formation d’une liaison C-C. L’aldolisation inverse est la réaction retour. Ici, on casse une liaison C-C pour former un alcool et un aldéhyde. On peut montrer qu’il s’agit d’une aldolisation inverse. Dans la représentation ci-contre, on a coloré en rouge et bleu les parties du F1,6BP qui vont respectivement donner le G3P ou le DHAP, afin de mieux visualiser cette réaction.

glycolyse réaction 5

La 5e réaction (classiquement considérée comme la fin de la phase d’investissement) consiste en l’isomérisation entre DHAP et le G3P. Elle est catalysée par la triose-phosphate isomérase, dont le mécanisme a été vu dans le ch. B10 (catalyse enzymatique). Cette réaction a un ΔrG0’ proche de zéro (faiblement négatif ou faiblement positif selon le sens d’écriture de la réaction). Son avancement est donc essentiellement guidé par la concentration des réactifs. Or, comme on le verra, la suite de la glycolyse consomme le G3P : la réaction est donc déplacée dans le sens de la formation de G3P et de la disparition du DHAP.

Dans la 6e réaction, le réactif est le G3P : l’un provient de la 4e réaction, et l’autre de l’isomérisation du DHAP (5e réaction). Dans la suite de la glycolyse, toutes les réactions doivent donc être affectées d’un coefficient stoechiométrique 2.

Document 27: La phase d’investissement de la glycolyse. Les inhibitions et activations seront vues dans le II.1.c.

La phase d’investissement active le glucose grâce à l’hydrolyse de deux ATP, et produit deux molécules de glycéraldéhyde-3-℗, un triose-phosphate. Cette phase est une préparation à la phase de restitution.

La glycolyse produit de l'ATP par oxydation dans une phase de restitution

glycolyse réaction 6 La 6e réaction doit être encore mieux connue que les autres. Analysons-la. Deux NAD+ (oxydant) sont consommés (et deux NADH sont produits) : le G3P est donc oxydé dans cette réaction. De plus, deux phosphates inorganiques sont également fixés sur la molécule, qui se retrouve doublement phosphorylées (carbones 1 et 3, d’où 1,3-bisphosphoglycérate).

Généralement, une phosphorylation d’une molécule organique est endergonique (ΔG > 0), d’où l’utilisation d’ATP. Ici, on ne consomme pas d’ATP. D’où provient alors l’énergie ? elle provient de l’oxydation du glycéraldéhyde en glycérate. On verra juste après que cette énergie sera restituée à la cellule sous forme d’ATP.

glycolyse réaction 7 Le 1,3BPG, étant doublement phosphorylé, est une molécule riche en énergie. La 7e réaction consiste en la récupération de cette énergie de façon à phosphoryler deux ADP en ATP. Il s’agit donc d’une phosphorylation au niveau du substrat, qui est un des deux modes de production d’ATP, comme nous l’avons vu dans le I.3.b. du chapitre B11.

glycolyse réaction 8 Le bilan carboné est simple : la molécule de 1,3BPG a perdu un phosphate, et devient le 3PG. On notera que ce 3PG est donc commun au cycle de Calvin (cf. I.1.a) et à la glycolyse.

La 8e réaction (à gauche) est une isomérisation, qui transforme le 3PG en 2PG.

glycolyse réaction 9 La 9e réaction est une déshydratation de l’alcool que constitue le 2PG (fonction hydroxyle libre au niveau du carbone 3). Cette déshydratation forme donc un alcène (entre les carbones 2 et 3) : le phosphoénolpyruvate (PEP), qui a déjà été vu chez les plantes en C4.

glycolyse réaction 10 Le PEP, étant phosphorylé sur son 2e carbone, est une molécule riche en énergie. Cette énergie va être récupérée dans la 10e et dernière réaction par la phosphorylation deux deux ADP en ATP. Cette réaction a déjà été vue dans le I.3.b. du chapitre B11. Il s’agit là encore d’une phosphorylation au niveau du substrat. Le mécanisme est cependant complexe, puisque cette réactions est une déphosphorylation du PEP suivie d’un équilibre céto-énolique, qui permet le passage de l’énolpyruvate (non représenté ici, car éphémère, puisque très instable comme tous les énols) au pyruvate.

Document 27b: La phase de restitution de la glycolyse. Les inhibitions et activations seront vues dans le II.1.c.

La phase de restitution consomme 2 glycéraldéhydes-3-℗ et produit 2 pyruvates par une oxydation permise par le NAD+. L’énergie libérée par cette oxydation est récupérée sous forme de 4 ATP.

L’heure est au bilan :

Bilan de carbone. Le glucose (6 carbones) a été transformé en 2 molécules de pyruvate (3 carbones chacune)

Bilan rédox. Sur les 10 réactions, une seule est une réaction rédox : la 6e, qui consomme 2 NAD+ et libère 2 NADH. Ces NADH produits sont les donneurs d’électrons de la chaîne de transport d’électrons mitochondriale (voir document 39 ch. B11, page suivante). Ces deux coenzymes réduits produits correspondent à 4 électrons ; or, on rappelle que le glucose peut libérer jusqu’à 24 électrons par son oxydation totale. Ce bilan montre que le pyruvate peut encore largement être oxydé.

Document 39 bis (ch. B11) : La chaîne respiratoire mitochondriale, version simplifiée. Bilan énergétique :

1 ATP est consommé dans la 1ère réaction

1 ATP est consommé dans la 3e réaction

2 ATP sont produits dans le 7e réaction

2 ATP sont produits dans la 10e réaction

D’où un bilan net de 2 ATP produits par la glycolyse.

Document 27c: La glycolyse en version simplifiée

Document 27d: La glycolyse en version très simplifiée Document 27e: La glycolyse en version très très simplifiée

La glycolyse est une oxydation de glucose en pyruvate grâce au NAD+, qui produit 2 ATP par molécule de glucose.

La glycolyse est contrôlée

En tant que voie métabolique permettant la dégradation oxydative du glucose, mais également de la quasi-totalité des glucides, la glycolyse est une voie métabolique absolument centrale dans l’approvisionnement énergétique des organismes hétérotrophes. On verra ici que la glycolyse est contrôlée, et que ce contrôle permet à la cellule de moduler son apport énergétique.

Deux prérequis seront nécessaire pour comprendre cette régulation :

On rappelle tout d’abord que 3 réactions glycolytiques sont irréversibles :

La phosphorylation du glucose (réaction 1), catalysée par l’hexokinase ;

La phosphorylation du fructose-6-℗ (réaction 3), catalysée par la phosphofructokinase 1 ;

La formation du pyruvate (réaction 10), catalysée par la pyruvate-kinase.

Diverses molécules sont des marqueurs du stress trophique ou au contraire de l’absence de stress trophique :

Une forte concentration en ATP signe une absence de stress trophique.

Une forte concentration en ADP et en Pi signent un stress trophique.

L’hexokinase, qui catalyse la 1ère réaction est une enzyme michaélienne. Elle est inhibée (de façon non compétitive) par le glucose-6-℗, c’est-à-dire par le produit de la réaction qu’elle catalyse. Cette régulation très simple, dite par excès de produit, permet d’éviter une accumulation de glucose-6-℗, notamment si d’autres sources de glucose-6-℗ existent dans la cellule (notamment par mobilisation des réserves de glycogène ou d’amidon).

La pyruvate kinase, qui catalyse la 10e réaction, est une enzyme allostérique. Elle est activée allostériquement par le fructose-1,6-bisphosphate, produit par la 3e réaction ; cette activation permet aux composés en amont de la glycolyse de ne pas s’accumuler. Elle est également inhibée par l’ATP, qui signe une absence de stress trophique pour la cellule. Elle peut être phosphorylée (ce qui l’inactive) ou déphosphorylée (ce qui l’active), sous contrôle hormonal*. Le programme suggère (sans l’imposer) d’étudier la régulation de la phosphofructokinase 1, qui catalyse la 3e réaction. C’est ce que l’on va faire.

* noter que la glycogène phosphorylase (cf. ch. B10) est active sous sa forme phosphorylée et inactive sous sa forme déphosphorylée ; on ne peut donc pas savoir a priori si une phosphorylation aura tendance à activer ou inhiber une enzyme.

Document 28: Cinétique de la PFK1 en présence ou en absence de deux effecteurs : le phosphate inorganique et l’ADP. Source : université d’Angers.

La phosphofructokinase 1 (PFK1) est une des enzymes dont la régulation est la mieux connue et la plus importante. On ne développera ici que quelques aspects de cette régulation. Il s’agit d’une enzyme allostérique, comportant 4 sous-unités, chacune disposant d’un site catalytique.

Le document 28 présente les cinétiques (vitesse initiale en fonction de la concentration en substrat fructose-6-℗) de la PFK1 dans deux situations : avec ou sans Pi, et avec ou sans ADP. En présence de Pi et d’ADP, la courbe est déplacée vers la gauche, donc l’enzyme est activée. On peut montrer qu’il s’agit d’une activation allostérique, c’est-à-dire que ces activateurs favorisent le passage en forme relâchée.

Document 29: vitesse de la PFK1 en fonction de la concentration en ATP. Source : université d’Angers.

L’étude de la vitesse en fonction de la concentration en ATP est assez atypique. L’ATP est un substrat de la PFK, et on s’attendrait à une courbe strictement croissante et sigmoïde (une cinétique allostérique classique). Il n’en est rien : la vitesse augmente pour atteindre un maximum autour de 20 mM, concentration qui correspond à l’ordre de grandeur de la concentration moyenne en ATP de la cellule. Au dela, la vitesse diminue fortement.

L’augmentation initiale (entre 0 et 20 mM) correspond à la cinétique enzymatique classique. Le maximum, puis la décroissance de la vitesse montrent que l’ATP est un inhibiteur en plus d’être un substrat, ce qui permet une diminution de la vitesse de la glycolyse dans les conditions d’excès d’ATP (et donc d’absence de stress trophique). On a déjà vu la notion d’inhibition par excès de substrat dans l’exercice sur la lactate déshydrogénase début avril.

De nombreuses autres molécules contrôlent l’activité de la PFK1, qui ne seront pas détaillées ici.

On peut montrer que les 7 réactions réversibles de la glycolyse sont catalysées par des enzymes dont l’activité n’est pas régulée. Intuitivement, il paraît sans doute évident qu’un processus en série comme la glycolyse ne nécessite en théorie qu’un point de régulation pour être régulé dans son ensemble.

Quel peut être l’intérêt de réguler 3 étapes plutôt qu’une seule ? La glycolyse, à première vue, peut être considérée comme un enchaînement linéaire de 10 réactions. La réalité est bien plus complexe :

Certaines voies métaboliques, comme la voie des pentoses phosphate, ont en commun avec la glycolyse sa première réaction. La régulation de l’hexokinase permet donc aussi de réguler cette autre voie.

Certaines molécules peuvent subir une partie de la glycolyse seulement :

L’hydrolyse du glycogène, qui produit (indirectement) du glucose-6-℗, échappe donc à la régulation glycolytique basée sur l’hexokinase.

Le fructose ou le glycérol, dont les dérivés entrent dans la glycolyse à la 6e réaction seulement, échappent à la régulation basée sur l’hexokinase et la PFK1.

Pourquoi les réactions régulées sont-elles celles qui sont irréversibles seulement ? Il existe une voie métabolique cytosolique, appelée néoglucogenèse, qui permet la formation de glucose à partir de 2 pyruvates. Elle utilise les mêmes enzymes que la glycolyse, à l’exception des trois catalysant les réactions irréversibles (hexokinase, PFK1 et pyruvate kinase). Inhiber ou activer ces trois enzymes permet donc de réguler la glycolyse sans influer sur la néoglucogenèse.

Le contrôle de la glycolyse s’effectue par une régulation de l’activité des trois enzymes catalysant des réactions irréversibles (hexokinase, phosphofructokinase 1 et pyruvate kinase). Elle permet à la cellule d’adapter sa production d’ATP à ses besoins.

L’acétyl-CoA : un carrefour du métabolisme mitochondrial

Document 30: hydrolyse des lipides en glycérol et acides gras, et dégradation glycolytique du glycérol en pyruvate. HSL : hormone sensitive lipase (lipase hormonosensible). Nous avons vu précédemment que la glycolyse produisait du pyruvate. Comme nous l’avons évoqué (sans le développer), de nombreux autres glucides de molécules proches peuvent subir la glycolyse, ou une partie de la glycolyse : le fructose et tous les hexoses, mais également les pentoses (ribose, désoxyribose), le glycérol et les trioses. Le pyruvate est donc une molécule centrale dans le catabolisme oxydatif (c’est-à-dire la dégradation par oxydation) des glucides, et pas seulement du glucose. On parle parfois de carrefour métabolique.

Parmi les molécules ayant un rôle énergétique majeur figurent les lipides. A titre d’exemple, un humain en bonne santé comporte une dizaine de kilogrammes de graisses (lipides) de réserves, sous forme de gouttelettes lipidiques des tissus adipeux. On considèrera ici les lipides de réserve, qui sont essentiellement constituées par les di- et triglycérides, c’est-à-dire des di- ou triesters d’un glycérol et de 2 ou 3 acides gras. On verra dans cette partie que le catabolisme oxydatif des glucides et du glycérol – via le pyruvate –, et des acides gras convergent vers un autre carrefour du métabolisme : l’acétyl-coenzyme A (acétyl-CoA).

Le métabolisme des lipides commence par leur hydrolyse, qui selon les êtres vivants et les tissus, est catalysée par diverses enzymes. Dans le tissu adipeux chez les mammifères, c’est la lipase hormonosensible (HSL, pour hormone sensitive lipase) qui catalyse cette hydrolyse. Elle produit du glycérol et des acides gras libres.

Document 31: formation d’acyl-CoA par estérification du coenzyme A par un acide gras. Juste après la libération d’acides gras, ceux-ci sont estérifiés par une molécule de coenzyme A (CoA). On rappelle que le CoA est un coenzyme contenant entre autres de l’adénine, et un groupement thiol (-SH) ; on le notera donc souvent CoA-SH. Ce thiol, qui a une réactivité proche d’un hydroxyle, peut être estérifié avec un carboxyle, comme le carboxyle d’un acide gras. La réaction d’estérification d’un CoA par un acide gras est donnée dans le document 31. On notera que la molécule formée est un acyl-CoA, le radical acyl- étant relatif à l’acide carboxylique correspondant. Par exemple, si l’acide est un acétate, on parlera d’acétyl-CoA, et si l’acide est un acide oléique, on parlera d’oléyl-CoA. Cette réaction d’estérification par le coenzyme A a deux intérêts :

Elle permet d’activer l’acide carboxylique, c’est-à-dire de le rendre plus réactif.

Elle augmente sa solubilité, le CoA étant une molécule très hydrophile.

Pyruvate et acides gras sont transportés activement dans la mitochondrie

La membrane externe mitochondriale, on le rappelle, est très perméable, en raison de la présence de porines, qui sont des protéines membranaires constituant des canaux non spécifiques. Ils ont une fonction proche de celle des jonctions gap, bien qu’il n’y ait aucune similitude structurale ni aucune homologie entre ces deux classes de protéines.

Le pyruvate passe à travers la membrane externe via les porines, dans le sens de son gradient. La membrane mitochondriale interne est très imperméable – c’est d’ailleurs cette imperméabilité qui permet l’établissement du gradient de H+ qui a été vu dans le chapitre B11. Le pyruvate passe à travers la membrane interne via un transporteur actif secondaire, la pyruvate-translocase. C’est le gradient de H+ qui fournit l’énergie permettant ce transport.

Document 32: structure d’une porine chez une bactérie du genre Salmonella, qui est très proche des porines mitochondriales et chloroplastiques. La membrane est dans le plan de l’écran de l’ordinateur. On note que chaque porine est un homotrimère, possédant donc 3 canaux. On notera aussi que cette structure ne ressemble absolument pas au connexon constituant les jonctions gap. D’après Wikimedia Commons.

Le transport des acides gras est un peu plus complexe. L’acide gras, initialement estérifié en acyl-CoA, est transestérifié par une petite molécule organique, la carnitine, pour former l’acyl-carnitine. C’est sous cette forme que l’acide gras passe la membrane externe (via les porines) et la membrane interne (via une translocase à acyl-carnitine), qui est un antiport carnitine/acyl-carnitine. Une fois dans la matrice, une nouvelle transestérification restitue l’acyl-CoA. Ces transferts sont présentés dans le document 33.

Document 33: transferts d’acides gras (sous forme d’acyl-CoA) et de pyruvate du cytosol à la mitochondrie. Noter la réutilisation du gradient de H+ de la chaîne de transport d’électrons pour le transfert du pyruvate. Production personnelle. Le pyruvate (produit de la glycolyse) et les acyl-CoA (acides gras provenant des réserves de graisses et estérifiés par le CoA) sont transportés dans la mitochondries via les porines (transporteurs passifs non spécifiques de la membrane externe) et des transporteurs actifs II spécifiques (pour la membrane interne).

Pyruvate et acides gras sont oxydés en acéyl-CoA

Document 34: La décarboxylation oxydative du pyruvate dans la matrice mitochondriale. Une fois dans la matrice mitochondriale, le pyruvate subit une décarboxylation oxydative qui permet la formation d’acétyl-CoA, c’est-à-dire d’acétate estérifié par un coenzyme A (document 34).

Il s’agit bien d’une décarboxylation, puisque du CO2 est perdu à partir d’un carboxyle (en rouge), et d’une oxydation, puisque le carbonyle du pyruvate est oxydé en carboxyle (qui se retrouve thioestérifié en fin de réaction). Ce CO2 libéré explique partiellement la production de CO2 par les animaux qui pratiquent la respiration cellulaire. On notera que cette oxydation consomme 2 NAD+ ; ils devront être pris en compte dans le bilan redox de la respiration cellulaire*. On verra dans le II.3. le devenir de cet acétyl-CoA.

* On a continué, ici, à utiliser le coefficient stoechiométrique « 2 » afin de rappeler que 2 pyruvates, et donc 2 acétyl-CoA, sont formés à partir d’une molécule de glucose.

β-oxydation réaction 1 Une fois dans la matrice mitochondriale, les acides gras (sous forme d’acyl-CoA) subissent une voie métabolique appelée β-oxydation. Il existe une grande variété d’acides gras (nombre de carbones pair ou impair, saturés ou insaturés, cf. chapitre B2). On va ici étudier la β-oxydation des acides gras saturés à nombre pair de carbone ; il s’agit des cas les plus simples, et la β-oxydation des autres acides gras se fait de façon très légèrement différente, avec cependant des variations minimes qu’il serait superflu de détailler ici.

Le bilan de la β-oxydation est le suivant (molécules d’eau et H+ non écrits) :

acyl2n-CoA + n FAD + n NAD+ + (n – 1) CoA → n acétyl-CoA + n FADH2 + n NADH

β-oxydation réaction 2

En d’autres termes, un acide gras de 2 n carbones (sous forme d’acyl-CoA) est détruit pour donner n unités de 2 carbones (sous forme d’acétyl-CoA), moyennant l’utilisation de n FAD et n NAD+, soit un échange de 4 électrons. Pourquoi cette réaction s’appelle-t-elle une β-oxydation ?

On va voir ici les différentes étapes de la β-oxydation des acides gras. On rappelle que le carbone n°2, c’est-à-dire celui portant la fonction carboxyle, est appelé carbone α. Le n°3 est donc le carbone β. Considérons un acide gras de 2 n carbones. La première réaction est la formation d’un alcène entre les carbones α et β. Il s’agit bien d’une oxydation, puisqu’un alcène possède deux hydrogènes de moins qu’un alcane (donc 2 H+ et 2 électrons). Cette réaction consomme 2 FAD.

β-oxydation réaction 3 La 2e réaction (ci-contre) consiste en l’hydratation de cet alcène, sur le carbone β. Elle forme donc un alcool, sans intervention d’autre molécule.

La 3e réaction (ci-contre) est une nouvelle oxydation, permise cette fois par le NAD+. Elle permet l’oxydation de l’hydroxyle, formé lors de la précédente réaction, sur le carbone β, en carbonyle.

Enfin, la 4e et dernière réaction (ci-contre) consiste en la rupture de la liaison entre le carbone α et le carbone β, qui libère un acétyl-CoA, d’un part et un radical d’acide gras d’autre part, qui va être estérifié par un nouveau coenzyme A. L’acyl-CoA produit comporte donc n – 2 atomes de carbones.

β-oxydation réaction 4 Après la β-oxydation, l’acide gras est amputé de deux carbones, et on passe alors d’un acyl2n-CoA à un acyl2n–2-CoA. L’acyl-CoA produit peut donc à nouveau subir la β-oxydation, jusqu’à ce que n acétyl-CoA soient produits. La β-oxydation est pour cette raison appelée également hélice de Lynen*, en raison de la cyclicité de cette voie métabolique ; il ne s’agit cependant pas d’un cycle, contrairement au cycle de Calvin, dans la mesure où les molécules subissant ces réactions ne sont pas restaurées à l’identiques (les acides gras à ont 2 atomes de carbone de moins à chaque cycle).

*Ce nom est donné en hommage à Feodor Felix Konrad Lynen, un biochimiste allemand, qui reçut le prix Nobel de physiologie ou médecine en 1964 pour cette découverte.

A l’issue des réactions que nous venons de voir, on constate que :

Le pyruvate est décarboxylé et oxydé pour former de l’acétyl-CoA. On se souvient que le pyruvate lui même a plusieurs origines :

Il provient du glucose, mais aussi de tous les autres hexoses, via la glycolyse.

Il provient du métabolisme, non vu, des autres glucides, y compris les pentoses.

Document 35: La β-oxydation des acides gras, représentée sous forme de l’hélice de Lynen. Elle peut « tourner » tant que l’acide gras possède plus de 2 carbones. Il provient du glycérol, qui peut, via le dihydroxyacétone-℗, entrer dans la glycolyse.

Les acides gras sont oxydés dans l’hélice de Lynen pour former de l’acétyl-CoA.

L’acétyl-CoA est donc une molécule centrale du métabolisme, et en particulier du catabolisme oxydatif, puisque de nombreuses molécules différentes sont transformées in fine en acétyl-CoA. On dit pour cette raison que l’acétyl-CoA est un carrefour du métabolisme. On généralisera et on étoffera cette notion dans le chapitre B13.

L’acétyl-CoA est le réactif d’une voie métabolique mitochondriale appelée cycle de Krebs, que nous allons voir dans la prochaine partie.

Avant cela, un bilan intermédiaire s’impose afin de mettre un peu d’ordre dans les cerveaux qui doivent commencer à surchauffer… Il est présenté dans le document 36.

Ce schéma a le mérite de présenter l’acétyl-CoA comme un carrefour du métabolisme, notion explicitement au programme.

Document 36: l’acétyl-CoA, un carrefour du métabolisme mitochondrial.

Le pyruvate est oxydé en acétyl-CoA dans la matrice mitochondriale, ce qui consomme du NAD+ et libère du CO2. L’acyl-CoA est oxydé en acétyl-CoA dans la matrice mitochondriale par l’hélice de Lynen, ce qui consomme du NAD+ et du FAD. L’acétyl-CoA, en tant que point de convergence de diverses voies métaboliques, est un carrefour du métabolisme.

Le cycle de Krebs permet l'oxydation de diverses molécules en CO2

L’acétyl-CoA produit par les deux voies métaboliques vues précédemment va subir une série de réactions, connues sous le nom de cycle de Krebs*. On ne verra pas les expériences ayant permis de décrypter les étapes de ce cycle, mais elles ont des points communs avec celles qui ont été vues pour le cycle de Calvin ; il s’agit en effet d’un cycle, dans la mesure où certaines molécules consommées sont régénérées ultérieurement. Il est vivement conseillé d’apprendre par cœur (en la comprenant) cette voie métabolique essentielle ; toutefois, n’étant pas explicitement au programme, la connaissance précise de chaque étape n’est pas obligatoire. Je mets cependant en garde face à la tentation d’apprendre par coeur une liste d’acronymes de molécules sans avoir la moindre idée de ce que cela signifie.

Quelques conseils avant d’apprendre le cycle de Krebs, cependant : il faut, comme pour la glycolyse, garder en tête quelques points récurrents dans cette voie :

Le cycle de Krebs est une suite d’oxydations à partir de l’acétate (acétyl-CoA). Il consomme des coenzymes oxydés (NAD+, FAD) et produit des coenzymes réduits (NADH, FADH2). 8 électrons (donc 4 coenzymes) sont échangés, comme une mise en équation simple le montre.

Le cycle de Krebs oxyde totalement la matière organique, et comme un acétyl-CoA (2 carbones) entre dans le cycle, ce sont bien 2 CO2 qui en sortent. Deux des réactions sont des décarboxylations.

Le cycle de Krebs produit un GTP, soit un équivalent ATP.

* Il est nommé d’après Hans Adolf Krebs, un biochimiste allemand (naturalisé britannique après que les lois nazies antisémites l’eurent empêché de continuer sa carrière en Allemagne) qui obtint le prix Nobel de physiologie ou médecine pour la découverte de ce cycle.

Le cycle de Krebs produit du GTP et des coenzymes réduits

Cycle de Krebs réaction 1 L’oxaloacétate est un α-cétoacide à 4 carbones. Il se condense avec l’acétyl-CoA dans la 1ère réaction du cycle, libérant un coenzyme A, et produisant une molécule de citrate (ou acide citrique, selon le pH). Cette réaction permet l’entrée de carbone (via le groupement acétyle de l’acétyl-CoA). Son énergie est apportée par la liaison thioester de l’acétyl-CoA, à haut potentiel d’hydrolyse. Dans le schéma ci-contre, on a représenté dans des couleurs identiques les atomes identiques chez les réactifs et les produits. Les atomes en rouge seront particulièrement suivis pendant les premières étapes du cycle. On n’a pas représenté la molécule d’eau réactive par souci de simplification.

Cycle de Krebs réaction 2 La 2e réaction est une simple isomérisation (d’où le nom d’isocitrate pour le produit). On peut voir sur le schéma ci-contre que l’hydroxyle porté par le carbone n°3 du citrate est transféré au carbone n°2. On peut montrer que cette réaction se fait avec un intermédiaire alcène, appelé aconitate. Cet hydroxyle est à suivre de près : en position 2 (c’est-à-dire α) il sera à l’origine du carbonyle d’un α-cétoacide très important : l’α-cétoglutarate.

Cycle de Krebs réaction 3 La 3e réaction est très importante : elle est à la fois une oxydation et une décarboxylation. Comme on peut le voir sur le schéma ci-contre, le carboxyle porté par le carbone n°3 est éliminé, ce qui produit un CO2. En même temps, le carbone n°2, qui porte un hydroxyle, est oxydé en carbonyle. C’est le NAD+ qui permet cette oxydation. La molécule formée nous est familière ; c’est un diacide à 5 carbones, dont le 2e carbone porte un carbonyle : il s’agit de l’α-cétoglutarate, une molécule fondamentale dans le métabolisme des hétérotrophes comme des autotrophes (voir autotrophie pour l’azote, I.2.b.).

Cycle de Krebs réaction 4 La 4e réaction, tout aussi importante : elle est également une oxydation et une décarboxylation. Le 1er carbone subit la décarboxylation, et est libéré sous forme de CO2. Le carbone n°2, qui porte un carbonyle, est oxydé en carboxyle, grâce au NAD+. En même temps a lieu une 3e transformation : un coenzyme A est estérifié au nouveau carboxyle engendré, pour former un succinyl-CoA, soit un ester de succinate (diacide à 4 carbones) et de coenzyme A.

Cycle de Krebs réaction 5 Le succinyl-CoA constitue une molécule à haut potentiel d’hydrolyse ; cela signifie que que, comme pour l’ATP, son hydrolyse libère une enthalpie libre importante, récupérable pour un couplage énergétique. La 5e réaction hydrolyse la liaison soufre-carbone du succinyl-CoA, riche en énergie, et utilise cette énergie pour la synthèse de guanosine triophosphate (GTP), une molécule dont l’hydrolyse a une enthalpie de réaction très proche de celle de l’ATP. Le coenzyme A est donc libéré lors de cette réaction.

Cycle de Krebs réaction 6 Le succinate (saturé au niveau des carbones 2 et 3) est oxydé en alcène. Cette réaction a l’originalité d’être la seule oxydation du cycle de Krebs à utiliser du FAD et non du NAD+. Le produit est le fumarate.

Comme souvent en biochimie, un alcène comme le fumarate est un intermédiaire vers un alcool, que l’on obtient par hydratation. Le fumatare est hydraté en malate, un α-hydroxy-acide que l’on a déjà vu dans le métbolisme des plantes en C4.

Le malate est oxydé en oxaloacétate : l’hydroxyle du carbone n°2 (donc en partant de la gauche) est oxydé (par le NAD+) en carbonyle. L’oxaloacétate est donc, comme l’α-cétoglutarate, un α-cétoacide.

Cycle de Krebs réaction 7 Cycle de Krebs réaction 8

Différentes molécules sont oxydables dans le cycle de Krebs – rejet d’azote